Éliminer l'alpha | Liaoning Coastwise Partners Co., Ltd.

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 9243 (2023) Citer cet article

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La protéine associée à la maladie de Parkinson (MP), l'alpha-synucléine (α-syn/SNCA), est fortement exprimée dans les mélanomes agressifs. Le but de cette étude était de révéler le(s) mécanisme(s) possible(s) de l'implication de l'α-syn dans la pathogenèse du mélanome. Ici, nous avons demandé si α-syn module l'expression des molécules d'adhésion pro-oncogènes L1CAM et N-cadhérine. Nous avons utilisé deux lignées cellulaires de mélanome humain (SK-MEL-28, SK-MEL-29), des clones SNCA-knockout (KO) et deux lignées cellulaires de neuroblastome humain SH-SY5Y. Dans les lignées de mélanome, la perte d'expression de α-syn a entraîné des diminutions significatives de l'expression de L1CAM et de la N-cadhérine et des diminutions significatives concomitantes de la motilité. En moyenne, il y avait une réduction de 75% de la motilité dans les quatre SNCA-KO testés par rapport aux cellules témoins. De manière frappante, en comparant les cellules SH-SY5Y du neuroblastome qui n'ont pas d'α-syn détectable aux cellules SH-SY5Y qui expriment de manière stable l'α-syn (SH/+αS), nous avons constaté que l'expression de l'α-syn augmentait la L1CAM et la motilité unicellulaire de 54 % et 597 %, respectivement. La réduction du niveau de L1CAM dans les clones SNCA-KO n'était pas due à un effet transcriptionnel, nous avons plutôt constaté que la L1CAM est dégradée plus efficacement dans le lysosome dans les clones SNCA-KO que dans les cellules témoins. Nous proposons que α-syn est pro-survie au mélanome (et peut-être au neuroblastome) car il favorise le trafic intracellulaire de L1CAM vers la membrane plasmique.

Le mélanome est un cancer de la peau agressif qui provient de cellules productrices de pigments appelées mélanocytes. Des études épidémiologiques ont rapporté la cooccurrence du mélanome et de la maladie de Parkinson (MP)1,2. Une telle cooccurrence est inhabituelle dans la mesure où ces deux maladies sont si différentes que le mélanome est caractérisé par une prolifération cellulaire incontrôlée alors que la MP par la mort des cellules neuronales. Les patients atteints de mélanome ont un risque 1,5 à 1,85 fois plus élevé de développer la MP par rapport aux témoins appariés selon l'âge et le sexe3,4, et réciproquement, les patients atteints de MP ont un risque 1,4 à 20 fois plus élevé de développer un mélanome invasif qu'un groupe témoin5 ,6,7. Le mécanisme de cette co-occurrence est inconnu et pourrait impliquer plusieurs gènes2, dont le SNCA, et même des facteurs environnementaux. Ici, nous nous concentrons sur le rôle des SNCA dans le mélanome.

SNCA code pour la protéine alpha-synucléine (α-syn)8,9,10, qui est exprimée dans les neurones11,12,13 et une variété d'autres tissus14,15,16, y compris les mélanomes17, où elle est fortement exprimée. α-Syn est une petite protéine intrinsèquement dépliée qui, dans les neurones, se localise aux terminaisons nerveuses où les vésicules synaptiques sont ancrées18 ; il accélère la cinétique des événements exocytotiques individuels19. On ne sait pas si α-syn favorise l'exocytose dans d'autres types de cellules. De nombreuses autres activités ont été attribuées à cette protéine unique car elle, dans sa multitude de conformations, se lie à tant de biomolécules, c'est-à-dire des phospholipides chargés négativement20,21, des protéines22,23,24 et de l'ADN25. Ainsi, alors que α-syn fonctionne dans le système endolysosomal pour favoriser l'endocytose et l'exocytose19,26, il peut avoir d'autres fonctions. La nature intrinsèquement dépliée de α-syn le rend très susceptible de s'agréger en conformations amyloïdogènes oligomères et de type prion27, et certains de ces agrégats déclenchent une neurodégénérescence dans PD28. Paradoxalement, il a été suggéré que des agrégats de type prion d'α-syn favorisent l'autophagie dans les cellules de mélanome29, ce qui est pro-survie. La question de savoir si α-syn a d'autres fonctions pro-survie dans le mélanome fait l'objet de cette étude.

Deux études ont évalué l'effet de l'élimination des SNCA sur l'homéostasie cellulaire. Tout d'abord, l'élimination de SNCA dans les cellules épithéliales rétiniennes de souris in vitro a considérablement réduit le niveau du récepteur de la transferrine (TfR1) et de son transcrit d'ARNm, et la surexpression de α-syn a augmenté les niveaux de la protéine TfR1 et de son transcrit d'ARNm par rapport aux cellules témoins30,31 . La perte d'expression de l'α-syn dans les cellules épithéliales rétiniennes a provoqué l'accumulation de molécules de TfR1 dans les vésicules de Golgi, suggérant que l'α-syn est nécessaire pour la voie qui transite le TfR1 du trans-Golgi à la membrane plasmique30. Deuxièmement, SNCA a été éliminé dans la lignée cellulaire de mélanome cutané humain, SK-MEL-28, et les clones SNCA-KO ont été évalués in vitro et dans un modèle de xénogreffe de souris31. La perte d'expression α-syn dans ces cellules de mélanome a diminué les niveaux de TfR1 et de la ferroportine exportatrice de fer et a supprimé de manière significative la croissance des tumeurs SNCA-KO greffées chez la souris nude. La réduction du niveau de TfR1 dans les clones SNCA-KO était une conséquence de sa dégradation lysosomale accrue. Les résultats de ces deux études sont cohérents avec l'α-syn favorisant le trafic vésiculaire de TfR1.

Dans cette étude, nous avons cherché à déterminer si le niveau d'expression de α-syn affecte le niveau d'expression des protéines d'adhérences. Plus précisément, étant donné que TfR1 et L1CAM, qui est une protéine d'adhésion exprimée dans les neurones et les mélanomes, co-localisent lors de l'endocytose dans les cellules 3T3, nous avons demandé si α-syn module l'expression de L1CAM, comme c'est le cas pour TfR1. À cette fin, nous avons mesuré les niveaux de L1CAM dans les cellules de mélanome et de neuroblastome avec ou sans l'expression de α-syn. En outre, nous avons également évalué les niveaux de E- et N-cadhérine et de vimentine, qui sont trois protéines impliquées dans la transition épithéliale-mésenchymateuse (EMT)33,34. L'EMT est une transition hautement régulée où les cellules épithéliales perdent leurs marqueurs épithéliaux et leur morphologie et se convertissent en un phénotype mésenchymateux. Cependant, comme les mélanocytes (et les mélanomes) ne sont pas des cellules épithéliales, il est faux de dire que les mélanocytes subissent une TEM. Nous montrons que l'inactivation de l'α-syn dans les lignées cellulaires de mélanome et la faible expression de l'α-syn dans une lignée cellulaire de neuroblastome provoquent des diminutions significatives de L1CAM par rapport aux cellules témoins qui expriment l'α-syn. Notre interprétation de ces résultats est que α-syn est un facteur de survie dans le mélanome car il agit après la traduction pour maintenir des niveaux élevés de L1CAM et, par conséquent, des niveaux élevés de motilité.

Les lignées cellulaires utilisées dans cette étude sont présentées dans le tableau 1. Chaque lignée cellulaire de mélanome porte la mutation BRAF V600E35, qui est la mutation la plus courante dans le mélanome cutané (tableau 1). Cette mutation provoque une activation constitutive de la voie de signalisation RAS-RAF-MEK-ERK36, qui conduit à la prolifération. Les cellules SH-SY5Y, largement utilisées pour étudier PD37, sont dérivées d'un neuroblastome.

Nous avons examiné les cellules témoins SK-MEL-28 et leurs dérivés (tableau 1). Les niveaux de E-cadhérine, L1CAM, N-cadhérine, vimentine, α-syn et α-tubuline ont été sondés dans des extraits cellulaires à l'aide d'un transfert Western (Fig. 1A – D; Fig. Supplémentaires S1 et S2). Les intensités de bande normalisées à partir d'une analyse densitométrique des transferts sont présentées sur la figure 1E. Par rapport aux cellules témoins SK-MEL-28, dans deux clones KO, la L1CAM, la N-cadhérine et la vimentine ont été régulées à la baisse de 26 % (P = 0,002), 35 % (P = 0,005) et 52 % (P = 0,008 ), respectivement. En revanche, le niveau de E-cadhérine n'a pas été affecté (Fig. 1E). Les clones KI8 et KI9 présentaient des niveaux de ces trois protéines comme les cellules témoins.

La perte de α-syn diminue les marqueurs de type EMT et la motilité dans les cellules SK-MEL-28. (A–D) Western blots représentatifs de E-Cad, L1CAM, N-Cad, vimentine, α-syn et α-tubuline dans les lysats des cellules témoins, KO et KI cultivées in vitro. (E) Analyse quantitative des niveaux relatifs de protéines. Les intensités des bandes E-Cad, L1CAM, N-Cad et vimentine sont normalisées en α-tubuline. Toutes les expériences ont été répétées avec au moins trois répétitions biologiques (n = 3). (F) Images représentatives au microscope optique des pistes phagocinétiques créées par les cellules témoins, KO8 et KI8 sur des puits recouverts d'or colloïdal. Les flèches noires marquent les pistes phagocinétiques individuelles dans les lignées cellulaires respectives. Les images ont été acquises à l'aide d'un objectif × 10 et la zone phagocinétique dégagée par cellule a été mesurée à l'aide du logiciel ImageJ. (G) Les graphiques à barres montrent la quantification des zones dégagées à partir de trois expériences indépendantes. Au moins 33 pistes par condition expérimentale ont été choisies au hasard pour la quantification. 100 pistes pour n = 3 par groupe expérimental ont été utilisées pour l'analyse statistique. (E, G) Les valeurs sont moyennes ± sd **, p = 0,0015–0,0027 ; *, p = 0,0073–0,0134 déterminé à l'aide d'une ANOVA unidirectionnelle, test post hoc de Dunnett.

Étant donné que les clones SNCA-KO expriment des niveaux inférieurs de L1CAM, de N-cadhérine et de vimentine, qui sont liés à l'invasion et à la migration, nous avons demandé si les clones KO étaient moins mobiles que les cellules témoins. À cette fin, nous avons utilisé un test de motilité unicellulaire à l'or colloïdal38 pour surveiller le mouvement des cellules individuelles. Lorsqu'une cellule se déplace sur la surface d'une lame recouverte d'or colloïdal, la cellule laisse une trace là où il y a moins d'or à la surface. Des images représentatives du mouvement des cellules témoins, KO8 et KI8 sont illustrées à la Fig. 1F, tandis que celles des cellules témoins, KO9 et KI9 sont illustrées à la Fig. S3 supplémentaire. Les cellules témoins ont créé des pistes beaucoup plus grandes que les clones KO8, et le modèle de pistes des clones KI8 était similaire à celui des cellules témoins. ImageJ a été utilisé pour mesurer la surface des pistes et les résultats sont représentés sur la figure 1G. La perte d'expression de α-syn a diminué de manière significative la motilité unicellulaire de KO8 et KO9 de 69 % (P <0,0001) et 73 % (P <0,0001), respectivement, et la réexpression de α-syn a restauré la motilité au niveau de la cellules de contrôle.

Le potentiel d'invasion et de migration des cellules témoins SK-MEL-28, SNCA-KO et SNCA-KI a été déterminé par des tests transwell à l'aide de chambres de Boyden39. Le test d'invasion mesure la capacité des cellules dans un milieu sans sérum dans la chambre supérieure à envahir le matrigel et à se déplacer dans la chambre inférieure avec un milieu complet contenant du FBS. Le test de migration utilise la même configuration mais sans matrigel. Après 24 h, les cellules de la chambre inférieure ont été fixées, colorées au cristal violet, imagées par microscopie optique et comptées. Des images représentatives du test de migration comparant le contrôle, KO8 et KI8 sont présentées sur la figure 2A ; les images pour le contrôle, KO9 et KI9 sont présentées dans la Fig. S3 supplémentaire. Le nombre de cellules migrées par champ a montré une diminution significative de 77 % (P <0,0001) pour les cellules KO8 par rapport aux cellules témoins, et KI8 présentait le même niveau de cellules migrées par champ que les cellules témoins (Fig. 2A, à gauche parcelle). Des résultats similaires ont été trouvés pour les clones KO9 et KI9 (Fig. 2A, graphique de droite). Des images représentatives du test d'invasion comparant le contrôle, KO8 et KI8 sont présentées à la figure 2B; les images pour le contrôle, KO9 et KI9 sont présentées dans la Fig. S3 supplémentaire. Le nombre de cellules envahies par champ a montré une diminution significative de 77% (P <0, 0001) pour les cellules KO8 par rapport aux cellules témoins, et KI8 présentait le même niveau de cellules migrées que les cellules témoins (Fig. 2B, graphique de gauche). Des résultats similaires ont été obtenus pour les clones KO9 et KI9 (Fig. 2B, graphique de droite).

La SNCA-KO réduit la migration et l'invasion dans les cellules SK-MEL-28, comme évalué par le dosage en chambre Transwell. Dans le test de migration, 1 × 105 cellules dans un milieu sans sérum ont été ensemencées dans la chambre supérieure de l'appareil transwell (pores de 8 μm) et autorisées à migrer à travers la membrane dans la chambre inférieure. Dans le test d'invasion, 50 µl de matrigel (0,2 mg/ml) ont été ajoutés pour former une fine couche de gel avant le test, puis 4 × 105 cellules dans un milieu sans sérum ont été ensemencées dans la chambre supérieure et laissées envahir à travers la membrane dans la chambre inférieure. Dans les deux expériences, le milieu complet DMEM avec 50 % de FBS dans la chambre inférieure a servi de chimioattractant. Les cellules qui ont traversé la membrane ont été fixées sur la membrane avec du paraformaldéhyde et colorées avec du cristal violet. (A) Images représentatives des cellules témoins migrées, KO8 et KI8 (après 24 h) par champ 10 ×. Un total de trois champs microscopiques ont été choisis au hasard dans chaque membrane interne et les cellules ont été comptées et représentées dans le graphique (n = 3 expériences indépendantes). (B) Images représentatives des cellules témoins envahies, KO8 et KI8 (après 24 h) par champ 10×. Un total de trois champs microscopiques ont été choisis au hasard dans chaque membrane interne, et les cellules ont été comptées et représentées dans des graphiques (n = 3 expériences indépendantes). Les valeurs sont des valeurs moyennes ± sd P déterminées par un test post hoc ANOVA unidirectionnel de Dunnett.

Ensuite, nous avons demandé pourquoi le niveau de L1CAM est significativement plus faible dans les cellules SNCA-KO par rapport aux cellules témoins. Nous nous sommes concentrés sur L1CAM parce que (i) L1CAM et α-syn ont été impliqués dans la plasticité synaptique40. (ii) L1CAM est reconnu comme un antigène tumoral impliqué dans la motilité41,42,43. (iii) L1CAM est endocytosée avec TfR1 dans des fibroblastes 3T332. (iv) Les molécules TfR1 sont dégradées plus efficacement dans le lysosome des cellules SNCA-KO par rapport aux cellules témoins31. Nous avons émis l'hypothèse que α-syn favorise le trafic efficace des vésicules endocytaires contenant L1CAM vers et depuis la membrane plasmique ; par conséquent, en l'absence d'α-syn, une grande proportion de vésicules endocytaires contenant des molécules L1CAM ne parviennent pas à atteindre la membrane plasmique et sont à la place dérivées vers le lysosome pour dégradation. Au moins quatre voies mènent au lysosome44,45 : (i) voie de l'endosome au lysosome, (ii) voie phagocytaire, (iii) voie de l'autophagie au lysosome (macroautophagie) et (iv) autophagie médiée par le chaperon. Compte tenu de la conception des expériences suivantes, nous postulons que nous avons sondé la voie de l'endosome au lysosome, bien que nous ayons également surveillé un marqueur de l'autophagie.

Nous avons testé la dégradation des molécules L1CAM dans le lysosome avec l'inhibiteur bafilomycine A1 (baf)46. Baf empêche l'acidification du lysosome, donc les protéases lysosomales, qui nécessitent un pH bas pour leur activité, sont inactives. Les vésicules peuvent encore fusionner avec les lysosomes dans les cellules traitées au BAF, mais leurs protéines de cargaison ne peuvent pas être dégradées. Si, en l'absence d'expression α-syn, des vésicules endocytaires contenant des molécules L1CAM sont dérivées vers le lysosome pour dégradation, alors baf devrait bloquer une telle dégradation; ainsi, le niveau de L1CAM dans les cellules SNCA-KO traitées au baf devrait être le même que dans les cellules témoins. Les cellules ont été traitées pendant 5 h avec du diméthylsulfoxyde (DMSO) ou du baf. Les lysats cellulaires ont été sondés pour L1CAM, LC3-I et -II, α-syn et α-tubuline par Western blot (Fig. 3A; Fig. Supplémentaires S4 et S5). LC3-II, qui est une forme lipidée de LC3, s'accumule dans les autophagosomes si l'autophagie est inhibée. Les intensités des bandes ont été quantifiées par densitométrie, et les données résultantes ont été normalisées et analysées de deux manières.

La perte de α-syn favorise la dégradation lysosomale de L1CAM. ( A ) Analyse par transfert Western des niveaux de L1CAM, LC3-I et -II, α-syn et α -tubuline dans des lysats de cellules témoins, KO et KI, qui avaient été traitées pendant 5 h avec du DMSO ou du baf. Les cellules indiquées ont été traitées avec 50 nM de baf pendant 5 h et les lysats ont été sondés pour les protéines indiquées. Les intensités des bandes ont été quantifiées par densitométrie. Cette expérience a été menée sur n = 3 réplicats biologiques. (B) Parcelle du niveau de L1CAM dans les lysats de cellules non traitées (DMSO) par rapport aux cellules traitées (baf). Dans ce graphique, L1CAM (L1) a été normalisé à l'α-tubuline (tub), selon (IL1/Itub), où IL1 et Itub sont les intensités moyennes des bandes respectives. Les valeurs de p ont été déterminées par un test t de Student unilatéral. (C) Parcelle du niveau de L1CAM par rapport au groupe de traitement. Dans cette parcelle, L1CAM a été normalisée à l'α-tubuline, selon le contrôle de l'échantillon (IL1/Itub) (Itub/IL1). Les valeurs P ont été déterminées par une ANOVA unidirectionnelle avec test post hoc de Dunnett. (D) Analyse RT-PCR quantitative de L1CAM. Niveaux relatifs d'ARNm dans le changement de pli de L1CAM et SNCA normalisés au gène domestique GAPDH. Les valeurs P ont été déterminées par une ANOVA unidirectionnelle, Dunnett post hoc (n = 3). Les valeurs dans les tracés (B–D) sont la moyenne ± sd

Tout d'abord, nous avons comparé le niveau de L1CAM dans les cellules non traitées par rapport aux cellules traitées à l'aide d'un test t unilatéral. Un traitement baf de 5 h n'a pas réussi à augmenter L1CAM dans le contrôle et les deux clones KI (Fig. 3B). En revanche, le traitement baf a augmenté L1CAM de 70 % (P = 0,02) et de 47 % (P = 0,14) dans les clones KO8 et KO9, respectivement. Ces résultats montrent que sur une période de 5 h, un nombre important de molécules L1CAM ont été dégradées dans le lysosome du clone KO8 mais pas dans les cellules témoins, les clones KO9 et KI.

Deuxièmement, nous avons comparé les niveaux de L1CAM dans le groupe non traité et séparément dans le groupe traité par le BAF. Dans cette analyse, les niveaux de L1CAM dans les clones KO et KI ont été normalisés par rapport aux cellules témoins. Dans le groupe DMSO, l'expression de L1CAM dans chacun des clones SNCA-KO a été diminuée en moyenne de 50 % (P = 0,022–0,024) par rapport aux cellules témoins (Fig. 3A, voies 2 et 4 vs 1 ; Fig. 3C) . En revanche, dans le groupe baf, L1CAM n'a montré aucune diminution significative des clones KO par rapport aux cellules témoins (Fig. 3A, pistes 8 et 10 vs 7; Fig. 3C).

Des expériences de contrôle supplémentaires étaient les suivantes. Bien que L1CAM soit une protéine membranaire et que les protéines membranaires soient dégradées dans le lysosome, nous avons vérifié que L1CAM n'est pas sujet à une dégradation protéasomique à l'aide de l'inhibiteur de protéasome MG132 (Fig. S6 supplémentaire). Nous avons également effectué une PCR quantitative (qPCR) pour vérifier le niveau d'ARNm de L1CAM dans les clones témoins et KO. Aucune preuve n'a été trouvée pour une diminution de l'ARNm de L1CAM dans les cellules KO8 et KO9 par rapport aux cellules témoins. Au lieu de cela, une augmentation modeste de ce transcrit dans les clones KO a été détectée (Fig. 3D). Les résultats combinés sont cohérents avec une diminution du niveau de L1CAM dans les cellules SNCA-KO en raison de la dégradation de la protéine dans le lysosome.

Nous avons assommé SNCA dans la lignée cellulaire cutanée humaine SK-MEL-29 et utilisé les cellules parentales et deux clones SNCA-KO (tableau 1) dans les expériences suivantes. Le transfert Western a été utilisé pour sonder l'expression de L1CAM, de la N-cadhérine, de la vimentine, de l'α-syn et de l'α-tubuline dans des extraits cellulaires (Fig. 4A, B; Fig. S7 supplémentaire, transferts non recadrés). La perte d'expression α-syn a provoqué une diminution de 20% de l'expression de L1CAM dans les deux clones SNCA-KO par rapport aux cellules témoins (Fig. 4A, C), une diminution de 20% de la N-cadhérine (Fig. 4A, D), mais aucun changement dans la vimentine (Fig. 4B, E). Bien que les diminutions de l'expression de L1CAM et de N-cadhérine aient été modestes, néanmoins, trois des quatre changements étaient statistiquement significatifs. Nous avons également effectué le test de motilité unicellulaire à l'or colloïdal sur des cellules parentales SK-MEL-29 et deux clones SNCA-KO. Les cellules témoins avaient une motilité beaucoup plus grande que l'un ou l'autre des deux clones KO, et les images des pistes pour le contrôle et KO1 sont présentées à la Fig. 4 F, et les pistes pour KO2 sont présentées à la Fig. S7 supplémentaire. Le tracé de la zone quantifiée des traces de cellules individuelles a montré une diminution de 80 % de la motilité (P < 0,0001) pour chaque clone KO (Fig. 4G).

La perte de α-syn diminue la L1CAM et la N-cadhérine et la motilité dans les cellules SK-MEL-29. (A) Western blots représentatifs de L1CAM, N-Cad, α-syn et α-tubuline dans les lysats des cellules KO témoins et α-syn cultivées in vitro. (B) Western blots représentatifs de vimentine, α-syn et α-tubuline. Données quantitatives montrant les niveaux relatifs de protéines de L1CAM (C), N-Cad (D) et vimentine (E) normalisés à l'α-tubuline. Toutes les expériences ont été répétées avec au moins trois répétitions biologiques (n = 3). ( F ) Des images représentatives au microscope à fond clair de pistes phagocinétiques créées par des cellules témoins et KO α-syn sur des puits recouverts d'or colloïdal ont été acquises à l'aide d'un microscope optique avec un objectif × 10. Les pistes phagocinétiques individuelles représentées par des flèches noires ont été mesurées à l'aide du logiciel ImageJ et représentées en (G). Au moins 33 pistes par condition expérimentale ont été choisies au hasard pour la quantification. Un total de 100 pistes pour n = 3 par groupe expérimental ont été utilisées pour l'analyse statistique. Les valeurs dans les parcelles (C – E, G) sont moyennes ± sd Les valeurs P ont été déterminées par un test post hoc ANOVA à une voie, Dunnett.

Étant donné que la perte d'expression de α-syn diminue la L1CAM, la N-cadhérine et la motilité cellulaire dans deux lignées cellulaires de mélanome, nous avons demandé si l'inverse serait vrai : l'expression de α-syn dans des cellules dépourvues d'expression de α-syn augmente-t-elle l'expression de protéines d'adhésion pro-oncogéniques et simultanément augmenter la motilité cellulaire ? Pour tester cette idée, nous avons utilisé la lignée cellulaire de neuroblastome humain SH-SY5Y, qui n'a pas de α-syn détectable, et les cellules SH-SY5Y (SH/+αS) qui expriment de manière stable l'α-syn de type sauvage (tableau 1). Les niveaux de L1CAM, N-cadhérine, vimentine, α-syn et GAPDH dans les extraits cellulaires ont été sondés par Western blot (Fig. 5A; Fig. Supplémentaire S8, transferts non recadrés), donnant les résultats suivants. Premièrement, α-syn était exprimé de manière robuste dans les cellules SH / + αS mais pas dans la lignée parentale (Fig. 5A, panneau 4). Deuxièmement, le niveau de L1CAM était 54% (P = 0, 044) plus élevé dans les cellules SH / + αS que dans les cellules parentales (Fig. 5A, panneau 1; Fig. 5B). Troisièmement, les niveaux de N-cadhérine étaient similaires dans les deux lignées cellulaires (P = 0, 508) (Fig. 5A, panneau 3; Fig. 5B). Quatrièmement, le niveau de vimentine était de 415 % (P = 0,001) plus élevé dans les cellules SH/+αS que dans les cellules parentales (Fig. 5A, panneau 2 ; Fig. 5C).

L'expression de α-syn dans les cellules SH-SY5Y augmente la L1CAM et la motilité. (A) Western blots représentatifs de L1CAM, vimentine, N-Cad, α-syn et α-tubuline dans des lysats de cellules témoins et SH/αS cultivées in vitro. Des analyses quantitatives représentant les niveaux relatifs de protéines ont été mesurées en normalisant les intensités de bande de L1CAM et de N-Cad (B) et de vimentine (C) en α-tubuline. Toutes les expériences ont été répétées avec au moins trois répétitions biologiques (n = 3–6). (D) Images de microscope à fond clair représentatives des pistes phagocinétiques créées par le contrôle et les cellules SH-SY5Y surexprimant α-syn sur des puits recouverts d'or colloïdal. Les images ont été acquises à l'aide d'un microscope optique avec un objectif x10. Les pistes phagocinétiques individuelles représentées par des flèches noires ont été mesurées à l'aide du logiciel ImageJ et représentées en (E). Au moins 33 pistes par condition expérimentale ont été choisies au hasard pour la quantification. Un total de 100 pistes pour n = 3 par groupe expérimental ont été utilisées pour l'analyse statistique. Les valeurs dans les parcelles (B, C, E) sont moyennes ± sd Les valeurs P ont été déterminées par un test t de Student bilatéral.

La motilité unicellulaire des deux lignées cellulaires SH-SY5Y a également été mesurée. Les cellules SH / + αS ont présenté une motilité unicellulaire robuste pendant la période d'incubation de 24 h par rapport aux cellules parentales (Fig. 5D). Le tracé de la zone quantifiée des pistes de cellules individuelles montre que l'expression de α-syn dans les cellules SH-SY5Y a augmenté de manière significative la motilité de ces cellules par rapport aux cellules témoins. De manière frappante, les cellules SH / + αS ont présenté une augmentation de 597% (P <0, 0001) de la motilité unicellulaire par rapport aux cellules parentales (Fig. 5E).

Des expériences classiques menées il y a 40 ans ont donné un compte rendu exquis de la cinétique de l'internalisation de la transferrine et du récepteur de la transferrine dans une lignée cellulaire d'hépatome humain 47,48. L'un de ces groupes a même proposé un modèle d'internalisation et de recyclage qui a une voie par défaut vers le lysosome48. Leur modèle est un excellent modèle pour le présent travail (voir Fig. 7 de la réf 48). Nous savons maintenant que TfR et L1CAM ont chacun une séquence de recyclage endocytaire cytosolique 32,49, chacun se lie à AP-2, qui est une protéine adaptatrice de la clathrine qui se lie à la séquence de recyclage, chacun subit une endocytose médiée par la clathrine 32,50, et ils co-localiser pendant l'internalisation médiée par la clathrine32, comme le montre le modèle de la Fig. 6A.

Modèle proposé et simulations de l'effet de l'α-syn sur le recyclage des récepteurs. (A) Panneau de gauche : modèle où α-syn accélère le trafic de vésicules internalisées contenant L1CAM et TfR vers la membrane plasmique. Panneau de droite : modèle où la perte d'expression α-syn entraîne moins de L1CAM et de TfR sur la membrane plasmique. (B) Réactions proposées qui modélisent le trafic de vésicules. Ro, Ri et Rlys sont une molécule réceptrice à la surface de la cellule, dans une vésicule intériorisée et dans le lysosome, respectivement. α-syn peut affecter différemment ces trois réactions. Voir les résultats de la simulation dans le fichier Simulations supplémentaires. (C) L'intrigue montre le pourcentage de Ro et Rlys après 180 min de simulation pour les réactions suivantes. +cas α-syn : k1 = 0,1 min−1, k−1 = 0,5 min−1, k2 = 0,005 min−1. Cas −α-syn : k1 = 0,1 min−1, k−1 = 0,1 min−1, k2 = 0,005 min−1. (D) L'intrigue montre le pourcentage de Ro et Rlys après 180 min de simulation pour les réactions suivantes. + cas α-syn : k1 = 0,1 min−1, k−1 = 0,5 min−1, k2 = 0,005 min−1. Cas −α-syn : k1 = 0,1 min−1, k−1 = 0,5 min−1, k2 = 0,02 min−1.

Nous avons cherché à comprendre comment α-syn affecte le trafic des récepteurs en effectuant des simulations. Sur la base de ces travaux antérieurs sur le trafic de TfR, le modèle le plus simple pour la diminution de L1CAM et de TfR dans les cellules SNCA-KO par rapport aux cellules témoins sont les deux réactions (également illustrées à la Fig. 6B),

où Ro, Ri et Rlys sont respectivement le récepteur lié à la membrane plasmique, le récepteur intériorisé dans les vésicules et le récepteur dans le lysosome. Nous proposons que l'Eq. (1) peut être modélisé par de petites molécules réagissant en solution selon

Espenson51 a résolu les équations différentielles associées aux réactions dans l'Eq. (2), et nous avons utilisé ces solutions pour sonder le rôle de α-syn dans le trafic des récepteurs dans deux simulations (voir "Matériels et méthodes" pour plus de détails), comme suit.

Nous avons stipulé que α-syn accélère la fusion des vésicules internalisées avec la membrane plasmique (Ri → Ro) plus qu'elle n'accélère l'endocytose (Ro → Ri), c'est-à-dire k-1 > k1. Ce serait un moyen évident d'augmenter ou de maintenir le nombre de récepteurs à la surface des cellules. Dans ce modèle, la perte d'expression α-syn diminuerait donc la vitesse à laquelle les vésicules internalisées fusionnent avec la membrane plasmique. Pour simuler cette action catalytique proposée de α-syn, une simulation a été réalisée avec k-1 = 0,5 min−1 et k1 = 0,1 min−1 ; tandis que l'autre simulation où l'expression α-syn est absente a été menée avec k−1 = k1 = 0,1 min−1 (dans chacune de ces simulations, k2 = 0,005 min−1). Ces simulations ont révélé que la perte de α-syn diminue le nombre de récepteurs à la surface cellulaire (72 % → 33 %) et augmente le nombre dans le lysosome (14 % → 35 %) (Fig. 6C).

Nous avons stipulé que α-syn inhibe le transfert des vésicules internalisées dans le lysosome (Ri → Rlys). Il s'ensuit que la perte d'expression de α-syn augmenterait donc la vitesse de transfert des vésicules intériorisées dans le lysosome. Pour simuler l'action inhibitrice proposée de α-syn, une simulation a été réalisée avec k2 = 0,005 min−1 ; tandis que l'autre simulation où l'expression α-syn est absente a été menée avec k2 = 0,02 min−1 (dans chacune de ces simulations, k−1 = 0,5 min−1 et k1 = 0,1 min−1). Ces simulations montrent que la perte de α-syn diminue le nombre de récepteurs à la surface cellulaire (72 % → 47 %) et augmente le nombre de récepteurs transférés au lysosome (14 % → 44 %) (Fig. 6D). Dans l'ensemble, nos simulations montrent que α-syn peut modifier le nombre de molécules L1CAM et/ou TfR à la surface cellulaire de deux manières très différentes.

Les principales conclusions de ce rapport sont que (i) la perte d'expression α-syn dans deux lignées cellulaires de mélanome cutané humain diminue de manière significative la L1CAM, la N-cadhérine et la motilité cellulaire (Figs. 1B, C, E, 4A, C, G) ). (ii) La perte d'expression de α-syn stimule la dégradation de L1CAM dans le lysosome (Fig. 3). (iii) Une augmentation de l'expression de α-syn dans les cellules SH-SY5Y augmente la L1CAM et la motilité cellulaire (Fig. 5A, B, D, E).

L1CAM est une glycoprotéine transmembranaire de 200 à 220 kDa qui est membre de la superfamille des immunoglobulines qui a une myriade d'activités dans le système nerveux adulte, y compris la croissance des neurites, la migration, l'adhésion et la différenciation neuronale (pour les revues, voir 52,53,54) . L1CAM a été impliqué dans la plasticité synaptique52 et, curieusement, α-syn a été impliqué dans la plasticité synaptique40. La L1CAM, qui est régulée positivement dans plusieurs cancers d'origine neuroectodermique et de la crête neurale55, y compris les mélanomes, est reconnue comme un antigène tumoral impliqué dans la motilité41,42,43. Ernst et al. ont constaté que l'élimination de L1CAM réduisait considérablement les métastases dans un modèle de xénogreffe de mélanome humain56. Ici, nous avons constaté ici que l'élimination de SNCA réduit considérablement le niveau de L1CAM par rapport aux cellules témoins qui expriment α-syn, et la diminution du niveau de cette protéine d'adhésion contribue probablement à la réduction de la motilité cellulaire dans deux lignées cellulaires de mélanome et une cellule de neuroblastome doubler.

Les simulations montrent que α-syn peut augmenter (ou maintenir) la quantité de L1CAM et/ou de TfR à la surface cellulaire soit en favorisant le trafic ou la fusion des vésicules avec la membrane plasmique, soit en inhibant la fusion des vésicules internalisées avec le lysosome (Fig. . 6). Il est théoriquement possible que α-syn puisse augmenter (ou maintenir) la quantité de L1CAM et de TfR à la surface des cellules en inhibant l'endocytose, mais étant donné qu'il a été démontré que la synucléine favorise l'endocytose, nous avons rejeté l'idée que la synucléine agirait en inhibant l'endocytose. De toute évidence, des expériences de microscopie à haute résolution de TfR marqué ou de L1CAM marqué dans des cellules avec et sans expression de α-syn sont nécessaires pour déchiffrer la ou les réactions spécifiques affectées par α-syn.

Turriani et ses collègues29 ont récemment suggéré qu'"il existe un lien moléculaire inverse entre la MP et le mélanome et que les protéines qui sont des "acteurs nuisibles" dans la MP sont des "acteurs bénéfiques" dans le mélanome car leurs fonctions confèrent des avantages de survie significatifs au mélanome primaire et métastatique". Turriani a montré que le composé anle128b, qui perturbe les oligomères de type prion de α-syn29, protège les neurones de la mort cellulaire induite par α-syn, mais en revanche, ce composé favorise la mort cellulaire massive de la lignée cellulaire de mélanome WM983-B. Le traitement des cellules WM983-B avec anle138b a entraîné une réduction des niveaux d'α-syn agrégé, des changements morphologiques et des perturbations du potentiel de membrane mitochondriale et de l'autophagie. Il a été conclu que la dissolution de formes agrégées de type prion de α-syn dérègle l'autophagie, ce qui suggère que ces formes inhabituelles et agrégées de α-syn favorisent l'autophagie. Notre étude et l'étude de Turriani sont assez différentes, en ce sens que Turriani a comparé des cellules de mélanome qui contenaient des formes agrégées de type prion de α-syn aux mêmes cellules où les agrégats étaient dissous ; alors que nous avons comparé les cellules de mélanome qui expriment α-syn à celles qui ne le font pas. D'autre part, chaque étude a convergé indépendamment sur le système endolysosomal, c'est-à-dire comment la synucléine affecte l'activité des lysosomes et le trafic endolysosomal. Des travaux supplémentaires sont nécessaires pour déchiffrer le rôle de l'α-syn dans le mélanome.

La E- et la N-cadhérine sont des glycoprotéines transmembranaires d'adhérence cellule-cellule dépendantes de Ca++57. Les queues cytoplasmiques conservées de ces deux protéines interagissent avec des réseaux de protéines impliquées dans différentes voies de signalisation cellulaire. L'ectodomaine de la E-cadhérine forme des dimères homotypiques avec les cellules voisines. La N-cadhérine a une structure similaire à la E-cadhérine, mais sa queue cytoplasmique interagit avec un ensemble différent de protéines58. L'une des caractéristiques de l'EMT est la régulation à la hausse de la N-cadhérine suivie de la régulation à la baisse de la E-cadhérine58. Dans nos mains, la suppression de l'expression α-syn dans les deux lignées cellulaires de mélanome a considérablement réduit le niveau de N-cadhérine mais pas de E-cadhérine (Figs. 1A, C, E, 4A, C, D). C'est comme si la perte d'expression α-syn renversait partiellement un phénomène « de type EMT ».

Des cellules épithéliales tubulaires rénales, des souris knock-out conditionnelles et des échantillons cliniques de tissu rénal humain ont récemment été utilisés pour évaluer le rôle de l'α-syn épithéliale tubulaire rénale dans la fibrose rénale59. Bozic et ses collègues ont découvert que le traitement des cellules rénales HK-2 avec le facteur de croissance transformant bêta 1 (TGF-β1), qui médie la signalisation de la fibrose dans les cellules épithéliales rénales, modifiait le phénotype épithélial (perte de la morphologie pavée), diminuait la E-cadhérine et augmentait actine musculaire alpha-lisse (α-SMA) et vimentine. Le TGF-β1 a induit simultanément une diminution dose-dépendante de l'expression de l'ARNm de la SNCA et de l'α-syn. Compte tenu de la cooccurrence de la perte du phénotype épithélial et de la dérégulation de l'expression de l'α-syn, les auteurs ont émis l'hypothèse que l'α-syn joue un rôle dans le maintien du phénotype épithélial des cellules épithéliales tubulaires proximales rénales (RPTEC) in vitro. Leur hypothèse a été étayée par leur découverte que la surexpression de α-syn dans les cellules HK-2 inhibait les augmentations induites par le TGF-β1 de α-SMA et de vimentine in vitro. Ils ont ensuite montré que α-syn module l'activation de ERK1 / 2, Akt et p38 in vitro, que TGF-β1 diminue l'expression de α-syn via l'activation de l'axe MAPK-p38 et que la perte de α-syn accélère le gène profibrotique expression. Notre groupe avait précédemment montré que α-syn inhibe la phosphorylation induite par le stress de p38 (et JNK et c-Jun) dans les cellules SH-SY5Y60. Leur conclusion était que α-syn joue un rôle dans le maintien du phénotype épithélial des RPTEC. Bien sûr, il est difficile de comparer nos résultats à ceux de Bozic car nous avons utilisé des cellules cancéreuses non épithéliales, alors que Bozic a utilisé des cellules épithéliales rénales non en division. D'autre part, ces deux études révèlent la nature de type Dr. Jekyll et Mr. Hyde de l'α-syn : l'α-syn soutient un phénotype épithélial des cellules rénales, alors qu'il soutient un phénotype "mésenchymateux" du mélanome et du neuroblastome. cellules.

En somme, nous avons montré que la perte d'expression α-syn dans deux lignées cellulaires de mélanome cutané humain entraîne une diminution significative de deux protéines d'adhésion, L1CAM et N-cadhérine, et une diminution significative concomitante de la motilité. Nous proposons que α-syn est pro-survie au mélanome (et probablement au neuroblastome) car il favorise le trafic vésiculaire efficace de L1CAM vers la membrane plasmique, qui à son tour favorise l'invasion, la migration et la motilité.

Les cellules SK-MEL-28 et SK-MEL-29 ont été achetées à l'American Type Culture Collection (ATCC, Manassas, VA) et au Sloan-Kettering Memorial Center, respectivement, et propagées dans du DMEM additionné de 10 % de sérum bovin fœtal (FBS) et 1 % de pénicilline–streptomycine. La lignée cellulaire de neuroblastome humain SH-SY5Y surexprimant α-syn (SH/αS) et les cellules témoins SH-SY5Y étaient un aimable cadeau du Dr Joseph R Mazzulli (Northwestern University) et propagées dans Opti-MEM complété avec 10 % de bovin fœtal sérum (FBS) et 1% de pénicilline-streptomycine. L'édition du génome CRISPR/Cas9 a été utilisée pour cibler la SNCA dans les cellules SK-MEL-29 comme décrit précédemment31 pour les cellules SK-MEL-28 en utilisant le plasmide knock-out α-syn CRISPR/Cas9 (Santa Cruz Biotechnology # sc-417273-NIC). Des particules de lentivirus exprimant l'α-syn humain sous le promoteur du cytomégalovirus (CMV) (Applied Biological Materials, Inc, Canada) ont été utilisées pour réexprimer l'α-syn dans les cellules SK-MEL-28 KO comme décrit précédemment31. Pour les expériences d'inhibition du protéasome et de l'autophagie, les cellules ont été traitées avec 10 µM de MG132 (Thermofisher Scientific, # M7449) pendant 6 h et 50 nM de bafilomycine A1 (Millipore, # B1793) pendant 5 h, respectivement, dans un milieu de croissance. Les lignées cellulaires ont été authentifiées et testées pour la contamination par les mycoplasmes à l'aide du kit de détection des mycoplasmes MycoAlert® (# LT07-318).

La préparation des lysats cellulaires, SDS/PAGE et l'analyse Western blot ont été effectuées comme décrit précédemment31. Brièvement, les cellules ont été lysées dans du tampon de lyse RIPA (Tris HCl 50 mM, pH 7,4, NP-40 1 %, désoxycholate de sodium 0,5 %, SDS 0,1 %, EDTA 5 mM). Les lysats ont été centrifugés (13 000 tr/min/30 min/4 °C) et les concentrations en protéines des surnageants ont été déterminées à l'aide du kit de dosage des protéines DC™ (Bio-Rad #5 000 112). Des échantillons contenant des concentrations égales de protéines (30 μg) ont été traités avec du dithiothréitol (Invitrogen™ NuPAGE™ Sample Reducing Agent # NP0004) et bouillis pendant 10 min à 70 °C dans NuPAGE™ LDS Sample Buffer (#NP000). Les protéines ont été séparées par électrophorèse sur gel de polyacrylamide bis-tris sulfate de sodium (SDS-PAGE) (NuPAGE ™ 4 à 12%, gel de polyacrylamide prémoulé Bis-Tris, Invitrogen # NP0323BOX) et ensuite transférées sur une membrane de difluorure de polyvinylidène (PVDF) à l'aide de (Trans -Blot® Turbo™ Mini PVDF Transfer Pack, Bio-Rad # 1704156). Après avoir bloqué les membranes avec 5 % de blotto (G-Biosciences Blot-Quikblocker # 786-011) dans une solution saline tamponnée au phosphate contenant 0,1 % (v/v) de Tween-20 (PBST) pendant 1 h à température ambiante, les membranes étaient souvent coupées en bandes et les bandes individuelles ont été hybridées avec les anticorps primaires indiqués pendant une nuit à 4 ° C, suivies d'une incubation avec des conjugués respectifs de peroxydase de raifort (HRP). Les bandes immunoréactives ont été visualisées à l'aide d'un substrat de chimiluminescence amélioré (substrat Clarity™ Western ECL, Bio-Rad #170-5060) et les images ont été acquises à l'aide du système d'imagerie Biorad Chemidoc-MP. Les intensités de bande des protéines d'intérêt ont été quantifiées et représentées sous forme de niveaux relatifs de protéines normalisés à la protéine α-tubuline domestique à l'aide du logiciel ImageJ. Les anticorps (avec dilutions) sont donnés dans le tableau 2.

L'invasion et le potentiel métastatique des lignées cellulaires du tableau 1 ont été déterminés par des tests transwell en utilisant des chambres de Boyden avec une taille de pore de 8 μm (Costar; Corning, Inc. # CL3464). En bref, les cellules ont été mises en suspension dans du DMEM sans sérum et ont été ensemencées dans la chambre apicale avec (test d'invasion) et sans (test de migration) matrigel (Corning, Inc. # 356234), et 750 μl de milieu complet contenant 10% FBS a été ajouté dans la chambre basse du transwell pendant 24 h. Après incubation à 37 ° C pendant 24 h, les cellules ont migré / envahi à travers la surface inférieure et ont été fixées avec du paraformaldéhyde à 4% pendant 5 min, puis colorées avec du cristal violet à 0, 1% pendant 10 min pour permettre aux cellules d'être visualisées. Les cellules dans la chambre supérieure du transwell ont été soigneusement retirées avec un coton-tige, et les images des cellules dans la chambre inférieure du transwell ont été prises à l'aide d'un microscope à lumière inversée Olympus.

La motilité des lignées cellulaires de mélanome témoin et SNCA-KO a été mesurée en suivant la capacité des cellules à éliminer l'or de leur chemin38. Pour cela, des plaques à six puits ont été recouvertes de 2 ml de BSA à 1%, incubées pendant 3 h dans un incubateur à CO2 humidifié à 37 ° C et lavées à l'éthanol absolu. Les puits ont ensuite été recouverts d'une couche homogène de solution d'or colloïdal, préparée comme suit : un total de 3,85 mL de H2O stérile, 630 μL de 14,5 mM AuHCl4 et 2,1 mL de 36,5 mM de Na2CO3, suivi d'une ébullition à 100 °C pendant 5 min et ajout de 0,1 % de formaldéhyde. Les plaques recouvertes d'or colloïdal ont été incubées dans un incubateur à CO2 à 37 ° C pendant 24 h, et les cellules ont été ensemencées à un nombre final de 1 × 103 cellules par puits dans un milieu complet contenant 10 % de FBS. Après 24 h, les puits ont été imagés à l'aide d'un microscope à lumière inversée Olympus et les pistes ont été quantifiées à l'aide du logiciel ImageJ.

L'ARN total a été extrait des cellules à l'aide du kit d'ARN total sur colonne EZNA (Omega BioTek) en suivant les instructions du fabricant. La concentration et la qualité de l'ARN extrait ont été déterminées sur un spectrophotomètre NanoDrop (Thermo Scientific). L'ADNc a été synthétisé à partir d'ARN purifié total (1 μg) de chaque échantillon en utilisant le kit de synthèse d'ADNc iScript (Bio-Rad) selon le protocole du fabricant. La qPCR a été réalisée à l'aide d'Applied Biosystems TaqMan™ Gene Expression Assays avec des ensembles d'amorces/sondes pour SNCA (Hs00240906), L1CAM (Hs01109748), GAPDH (Hs02786624). La méthode ΔΔCT a été adoptée pour calculer la quantité relative de chaque ARNm normalisé au gène domestique GAPDH. Les données ont été analysées à l'aide de la méthode CT comparative et le facteur de variation a été calculé à l'aide de la méthode 2−ΔΔCT à l'aide du système de PCR en temps réel Bio-Rad CFX384 Touch et du logiciel (Bio-Rad). Les résultats ont été exprimés soit en valeurs relatives log2 FC (fold change).

Espenson51 a résolu les équations différentielles associées aux réactions dans l'Eq. (2) pour le cas particulier [A](t = 0) = [A]o et [B]o = [C]o = 0. Les solutions pour les trois espèces sont

où λ2 = ½ (p + q) et λ3 = ½(p − q) avec p = k1 + k−1 + k2 et q = (p2 – 4 k1k2)1/2. Nous avons utilisé les équations. (3), (4) et (5) pour déterminer les valeurs de [Ro](t), [Ri](t) et [Rlys](t), respectivement.

Les simulations ont été conduites comme suit. (i) Éqs. (3), (4) et (5) ont été entrés dans un fichier EXCEL (voir Supplémentaires Simulations.xls). (ii) Les valeurs des constantes de vitesse k1, k−1 et k2 ont été sélectionnées. (iii) À t = 0, tous les récepteurs étaient sur la membrane plasmique [Ro] = 1,0 μM et [Ri] = [Rlys] = 0. (iv) Les simulations ont duré 180 min. (v) Aucune synthèse protéique ne s'est produite pendant la simulation. (vi) La base de ces simulations était que α-syn, par sa capacité à se lier aux membranes, peut affecter l'amplitude de l'une quelconque des trois constantes de vitesse. Les valeurs de [Ro](t = 180 min) et [Rlys](t = 180 min) sont tracées sur la Fig. 6C, D. Les valeurs de [Rlys](t = 180 min) sont tracées avec un signe négatif car les récepteurs sont dégradés dès leur entrée dans le lysosome.

Les méthodes de test d'hypothèse comprenaient une analyse de variance unidirectionnelle (ANOVA) avec un test post hoc de Dunnett lors de la comparaison de plusieurs groupes au contrôle (Figs. 1 E, G, 2, 3C, D et 4C – E, G), un test à deux Test t de Student unilatéral lors de la comparaison de deux groupes (Fig. 5 B, C, E) et test t de Student unilatéral lors de la comparaison d'échantillons traités au DMSO et au BAF (Fig. 3B). Toutes les données ont été analysées à l'aide du logiciel GraphPad Prism (version 6). Toutes les valeurs ont été exprimées en moyenne ± écart type (sd) d'au moins trois expériences indépendantes (répliques biologiques). Une valeur de p < 0,05 était considérée comme significative.

Toutes les données de cette étude sont contenues dans l'article et ses informations supplémentaires.

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Cette étude a été financée par des fonds du Feist-Weiller Cancer Center et du chancelier du LSU Health Sciences Center de Shreveport à SNW

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Nithya Gajendran et Santhanasabapathy Rajasekaran.

Département de biochimie et de biologie moléculaire, Louisiana State University Health Sciences Center, Shreveport, États-Unis

Nithya Gajendran, Santhanasabapathy Rajasekaran et Stephan N. Witt

Feist-Weiller Cancer Center, Louisiana State University Health Shreveport, Shreveport, États-Unis

Stephan N. Witt

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NG et SR ont contribué à parts égales à la conception, l'expérimentation, l'analyse des données, l'interprétation et la révision de l'étude. SNW a contribué à la conception de l'étude, a supervisé l'étude, l'analyse des données et a rédigé et édité le manuscrit. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.

Correspondance à Stephan N. Witt.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Gajendran, N., Rajasekaran, S. & Witt, SN L'élimination de l'alpha-synucléine dans les cellules de mélanome régule à la baisse L1CAM et diminue la motilité. Sci Rep 13, 9243 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-36451-3

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Reçu : 16 janvier 2023

Accepté : 03 juin 2023

Publié: 07 juin 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-023-36451-3

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